Microsoft Word - European_Journal_of_Chemistry_1_4_2010_262_265_116


European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 262‐265 

 
European Journal of Chemistry 

ISSN 2153‐2249 (Print) / ISSN 2153‐2257 (Online)  2010 EURJCHEM 
DOI:10.5155/eurjchem.1.4.262‐265.116 

   

 

European Journal of Chemistry 
Journal homepage: www.eurjchem.com 

 
     

Determination of voglibose in pharmaceutical formulations by high 
performance liquid chromatography using refractive index detection 

Karunanidhi Lakshmi and Tirumala Rajesh* 

Department of Pharmaceutical Analysis, College of Pharmacy, Sri Ramasamy Memorial University, Kattankulathur, IN­603203, Tamil Nadu, India 

*Corresponding author at: Department of Pharmaceutical Analysis, College of Pharmacy, Sri Ramasamy Memorial University, Kattankulathur, IN­603203,  
Tamil Nadu, India. Tel.: +91.442.7453160; fax: +91.442.7455717. E­mail address: rajeshtirumala@hotmail.com  (T. Rajesh). 

 
 

   

     
ARTICLE INFORMATION    ABSTRACT
Received: 20 May 2010 
Received in revised form: 23 June 2010 
Accepted: 24 June 2010 
Online: 31 December 2010 

KEYWORDS 

  Voglibose  is  a potent  glucosidase  inhibitor used  for  type  II  diabetes mellitus. A  simple  and 
rapid high performance liquid chromatographic method with refractive index detection was 
developed for the determination of voglibose  in pharmaceutical  formulations. Development 
was  performed  on  a  C18  (250  x  4.6  mm,  5  µ)  column  using  a  mobile  phase  mixture  of 
acetonitrile  and water  in  the  ratio  of  50:50 which was  fixed  at  a  flow  rate  of  0.5 mL/min. 
Polarity of voglibose was found to be positive and elution time was  found to be  less than 5 
min. The method was also validated as per ICH guidelines for its linearity, precision, accuracy 
and robustness. The  limit of detection and quantification (LOD and LOQ) were  found  to be 
2.91  and  9.7  µg/mL.  The  method  could  be  successfully  applied  for  the  quantification  of 
voglibose in pharmaceutical formulations.     

Voglibose 
HPLC 
RID 
Validation 
Pharmaceutical formulations 

 
1. Introduction 
 

Voglibose  (VGB)  (Figure  1)  a  new  potent  glucosidase 
inhibitor  used  for  type  II  diabetes  has  shown  strong  anti‐
obesity and anti‐diabetic activity.  It  is  chemically 3,4‐dideoxy‐
4‐[[2‐hydroxy‐1‐(hydroxymethyl)ethyl]amino]‐2‐C‐(hydroxyl 
methyl)‐d‐epiinositol.  It  was  found  that  it  delays  the  glucose 
absorption  in  the  gastrointestinal  tract  of  humans.  Thus, 
reduces the post‐prandial blood glucose peaks [1–3]. Voglibose 
has  a  structural  relation with natural  carbohydrates  [4,5]  and 
are present without a chromophore and/or fluorophore groups 
and hence does not  show any UV absorbance. The analysis of 
carbohydrates has an important role in the pharmaceutical and 
food industry and their analysis by liquid chromatography (LC) 
often  requires  derivatization  procedures  [6].  Quantitative 
determination  of  voglibose  in  pharmaceutical  tablets  using 
high‐performance  liquid  chromatography–fluorescence  detec‐
tion  with  post‐column  derivatization  and  mass  spectrometric 
detection has been reported [7]. 

 

 
Figure 1. Structure of voglibose. 

The purpose of this study was to develop and validate LC–
RI  method  for  the  analysis  of  voglibose  in  pharmaceutical 
formulations.  To  our  knowledge  of  literature  no  LC  method 
with  refractive  index  detection  has  been  published  for  the 
analysis  of  voglibose  and  could  be  successfully  applied  to  the 
analysis of voglibose in commercially available tablets. 
 
2. Experimental 
 
2.1. Reagents and chemicals 
 

Voglibose  was  obtained  from  Ranbaxy  Research 
Laboratories,  India.  Acetonitrile  and  methanol  (HPLC  grade) 
purchased  from  Rankem  Ltd,  New  Delhi,  India.  Aqueous 
solutions were prepared by using Milli Q (Millipore, USA) grade 
water and all the other reagents used were of analytical reagent 
grade. 
 
2.2. Chromatography 
 

The  HPLC  system  consisted  of  Shimadzu  CBM‐20A 
Prominence  communication  bus  module  with  DGU‐20A5 
prominence degasser and SIL‐10Advp auto  injector connected 
to a RID‐10A refractive index detector. The data were acquired 
and processed with LC solution version 1.22 SP1 software. The 
analytical column was a Waters C18, with 4.6 x 250 mm, 5 µm 
particle  size.  The  isocratic  mobile  phase  consisted  of 
acetonitrile  and water mixture  (50:50,  v:v) was  run  at  a  flow 
rate of 0.5 mL/min. The cell temperature was maintained at 40 
oC. 
 
2.3. Standard solutions 
 

Stock  standard  solution  of  voglibose  was  prepared  by 
taking 25 mg of  the drug  in  a  25 mL volumetric  flask  to  final 



Lakshmi and Rajesh / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 262­265  263 
 

 
 

concentration  of  1 mg/mL,  and working  standard  solution  of 
100  µg/mL  was  prepared  by  diluting  1  mL  of  the  stock 
standard solution with the mobile phase to 10 mL. 
 
2.4. Preparation of the tablet sample 
 

Twenty  tablets  were  finely  powdered  and  quantity 
equivalent to one tablet was accurately weighed and extracted 
with 100 mL of  the mobile phase.  It was sonicated for 30 min 
with vortex mixing at 10 min intervals to avoid aggregation of 
the  powdered  samples.  After  centrifugation  (2000  ×  g  for  10 
min),  10 mL of  supernatant was  collected and diluted  in  a 50 
mL volumetric flask with the mobile phase in order to obtain a 
final concentrations of 20 and 30 µg/mL. These solutions were 
then  filtered  through  a  0.22  µm  filter  and  injected  into  HPLC 
system. 
 
2.5. Validation 
 

The  validation  of  an  analytical  method  verifies  that  the 
characteristics  of  the  method  satisfy  the  requirements  of  the 
application domain [8]. The proposed method was validated in 
the light of ICH Guidelines [9,10] for linearity, intra‐ and inter‐
day precision, LOD, LOQ, selectivity and specificity, stability and 
recovery. Consequently, the following were performed. 
 
2.5.1. Linearity and calibration curve 
 

Calibration  curve  of  peak  area  as  a  function  of  voglibose 
was constructed over a concentration range of 10‐100 µg/mL. 
For  each  standard  curve,  six  different  concentrations  were 
used. The calibration plot was generated by  replicate analysis 
(n  =  6)  at  all  concentration  levels  and  the  linear  relationship 
was evaluated using the  least square method within Microsoft 
Excel® program. 
 
2.5.2. Precision and accuracy 
 

Both  repeatability  (within  a  day  precision)  and 
reproducibility  (between  days  precision) were  determined  as 
follows. Solutions containing lowest,  intermediate, and highest 
concentrations of  the calibration curve,  i.e. 10, 50, 100 µg/mL 
were  prepared.  Six  injections  at  each  of  the  specified 
concentration  levels  were  injected  within  the  same  day  for 
repeatability, and over a period of 3 days (6‐injections/day) for 
reproducibility.  Mean  and  relative  standard  deviation  were 
calculated  and  used  to  judge  accuracy  and  precision  of  the 
method. Both intra‐day and inter‐day samples were calibrated 
with  standard  curves  concurrently  prepared  on  the  day  of 
analysis.  Accuracy  was  determined  as  %bias  of  VGB  amount 
found. 
 
2.5.3. Limit of detection and limit of quantification 
 

Signal‐to‐noise ratio was used for the estimation of limit of 
detection and quantification. The  limit of detection (LOD) was 
defined  as  the  lowest  concentration  resulting  in  peak  area  of 
three times the baseline noise. The limit if quantification (LOQ) 
was defined as the lowest concentration resulting in peak area 
with  signal‐to‐noise  ratio  higher  than  10  [11],  with  precision 
(The  relative  standard  deviation,  %  R.S.D.)  and  accuracy  (% 
bias) within ±10%. 
 
2.5.4. Specificity and selectivity 
 

The  specificity  of  the  method  was  established  through 
study  of  resolution  factor  of  the  drug  peak  from  the  nearest 
resolving peak, and also among all other peaks. 
 

2.5.5. Stability 
 

Drug  solutions  prepared  with  the  known  amount  of 
voglibose  to  achieve  the  concentration  of  10,  50,  and  100 
µg/mL (n = 3) and determined for short‐term stability at room 
temperature  for 24 h,  long‐term stability at  ‐4  oC and checked 
for  up  to  1 month  by  comparing  the  results with  fresh  stock 
prepared on the day of analysis. Further, the freeze–thaw (‐20 
oC/room temperature) stability of  the voglibose samples were 
determined  for  three  cycles.  Samples  were  considered  to  be 
stable,  if  the assay values were within  the acceptable  limits of 
accuracy and precision. 
 
2.6. Recovery of voglibose from formulations 
 

The recovery of an analyte is the extraction efficiency of an 
analytical  process,  reported  as  a  percentage  of  the  known 
amount  of  an  analyte  carried  through  the  sample  extraction 
and  processing  steps  of  the  method.  Mobile  phase  was  most 
efficient  in  extracting  VGB  from  formulation  and  had  a  small 
variation in extraction recoveries over the concentration range. 
Samples were prepared in triplicate at three concentrations 10, 
50, and 100 µg/mL of VGB and assayed as described above. The 
extraction  efficiency  of  voglibose  was  determined  by  compa‐
ring  the  peak  areas measured  after  analysis  of  samples  from 
formulation  with  those  found  after  direct  injection  of 
unextracted  (pure)  samples  into  the  chromatographic  system 
at the same concentration levels. 
 
3. Results and discussion 
 
3.1. Optimization of chromatographic method 
 

Figure  2a  shows  an  LC  elution  of  voglibose.  During  the 
development  phase,  the  mobile  phase  containing  methanol‐
water  resulted  in  broad  and  asymmetric  peak with  a  greater 
tailing factor (>2). The successful use of acetonitrile and water 
resulted in drastic reduction of peak tailing, which was found to 
be  within  the  acceptable  limit  (1.5)  resulting  good  peak 
symmetry  and  resolution.  The  mobile  phase  optimized 
contained water  and acetonitrile  (50: 50)  at 0.5 mL/min  flow 
rate.  The  retention  time was  found  to  be  3.264 min  for  VGB. 
There were no interferences at drug retention time. 
 

Figure 2. Chromatogram showing (a) voglibose (80 µg/mL) in pure form (b) 
voglibose (30 µg/mL) in formulations) and (c) blank run devoid of sample. 
 

Voglibose  was  determined  using  high  performance  liquid 
chromatography with refractive index detector and found to be 
well  suited  technique  for  the  analysis  of  non‐UV  absorbing 
compound  without  derivatization.  RI  indicator  increased  the 
sensitivity of detection. 
 



264  Lakshmi and Rajesh / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 262­265 
 

 

3.2. Validation of the proposed method 
 
3.2.1. Linearity and Calibration curve  
 

Calibration  curve  (peak  area)  was  constructed  by  spiking 
six  different  concentrations  of  VGB.  The  chromatographic 
responses were  found  to be  linear over an analytical  range of 
10‐100  µg/mL  and  found  to  be  quite  satisfactory  and 
reproducible  with  time.  The  linear  regression  equation  was 
calculated by the  least squares method using Microsoft Excel® 
program. The correlation coefficient equals 0.9994, indicating a 
strong  linear relationship between the variables. The variance 
of  response  variable  S2Yx  calculated  was  1.86,  indicates  low 
variability  between  the  estimated  and  calculated  values.  This 
further confirms negligible scattering of the experimental data 
points around the line of regression and good sensitivity of the 
proposed method. 
 
3.2.2. Precision and accuracy 
 

Inter‐day  as  well  as  intra‐day  replicates  of  VGB,  gave  an 
R.S.D. below 2.12 revealed that the proposed method is highly 
precise.  Accuracy  data  (%bias)  in  the  present  study  ranged 
from  ‐1.86  to  +0.11  and  indicated  no  interference  from 
formulation  excipients.  Accuracy  and  precision  calculated 
during the intra‐ and inter‐day run are given in Table 1. 
 
Table  1.  Precision  and  accuracy  data  for  voglibose  obtained  by  the 
developed method*. 

Day 
Precision  and 
accuracy data 

Nominal concentrations (µg/mL) 
10  50  100 

Day 1 

Mean              9.92 50.02  99.25
S.D.              0.14 1.01  2.11
% R.S.D         1.41 2.02  2.12
% Bias           ‐0.8 +0.04  ‐0.75

Day 2 
Mean              9.89 49.41  100.11
S.D.               0.13 1.04  1.97
% R.S.D         1.31 2.10  1.96
% Bias            ‐1.1 ‐1.18  +0.11

Day 3 
Mean              9.86 49.07  99.11
S.D.               0.14 1.04  2.07
% R.S.D          1.42 2.12  2.09
% Bias             ‐1.4 ‐1.86  ‐0.89

* Each mean value is the result of triplicate analysis;  
% R.S.D = (S.D./Mean) x 100,  
% Bias = [(Measured value‐True value)/True value] x 100. 
 
3.2.3. LOD and LOQ 
 

The LOD and LOQ were  found to be 2.91 and 9.70 µg/mL, 
respectively.  When  this  method  is  applied  to  formulation 
samples,  its  sensitivity was  found  to be  adequate  for  assay of 
the formulations. 
 
3.2.4. Specificity and selectivity 
 

Any  potential  interference  (overlapping  peaks)  due  to 
formulation excipients were within 2min only (Figure 2b), later 
on there was no significant interference from blank (Figure 2c) 
that affected the response of voglibose. 
 
3.2.5. Stability 
 

The  study  indicated  that  samples  were  stable  for  24  h 
(short‐term) at room temperature and samples stored at ‐4 oC, 
were  injected  over  a  period  of  1  month  did  not  suffer  any 
appreciable  changes  in  assay  value  and  meet  the  criterion 
mentioned  above  and  the  solutions  were  found  to  be  stable 
even after three freeze–thaw cycles and the results were found 
to be with the range of 90‐110%. 
 
 
 

3.2.6. System suitability 
 

System  suitability  tests,  an  integral  part  of  a 
chromatographic analysis are used to verify that the resolution 
and  reproducibility  of  the  chromatographic  system  are 
adequate for the analysis. A system suitability test according to 
USP  was  performed  on  the  chromatograms  obtained  from 
standard and test solutions to check different above mentioned 
parameters  and  the  results  obtained  from  six  replicate 
injections of the standard solution are summarized in the Table 
2. 
 

Table 2. System suitability parameters. 
Parameter          Obtained value* 
Retention time, Rt (min)                               3.264 
Capacity factor (k’)                                         4.834 
Theoretical plates (USP)                               7928  
Tailing factor (Tf)                                            1.15 
* Average of six determination. 
 
3.3. Recovery of voglibose from formulations 
 

Extraction  efficiency  was  performed  to  verify  the 
effectiveness  of  the  extraction  step  and  the  accuracy  of  the 
proposed  method.  The  extraction  efficiency  of  VGB  from 
formulation  samples  was  satisfactorily  ranged  from  98.35  to 
100.62 % (R.S.D. was less than 1.55) at all three concentration 
levels, which confirm no interference effects due to formulation 
excipients (Table 3).  
 
Table 3. Results of voglibose recovery from formulations. 

Formulation 
Label 
claim 
(mg)   

Amount 
recovered 
(mg)       

Percent 
recovery         % R.S.D.  

Volix 
(Ranbaxy)            0.3                  0.297                       99.0                    1.37 

Volix 
(Ranbaxy)           

0.2                  0.199                       99.5                    1.71 

Voglitor 
(Torrent)          0.3                  0.295                       98.3                    2.06  

Vocarb 
(Glenmark)       

0.2                  0.201                       100.5                  2.11               

 
4. Conclusion 
 

In the present work, a new rapid and simple reverse phase 
high  performance  liquid  chromatographic  method  has  been 
developed,  optimized  and  validated  for  the  estimation  of 
voglibose  in  pharmaceutical  formulations  using  refractive 
index detector  and  isocratic  elution.  The  short  peak  retention 
time of 3.264 min cuts down on overall time of sample analysis 
and the method was more cost effective as it utilizes very less 
quantity of mobile phase. Linearity was found in a range of 10‐
100  µg/mL  with  LOD  and  LOQ  of  2.91  and  9.70  µg/mL, 
respectively.  The  results  of  t‐test  applied  to  accuracy  and 
precision  data  enabled  the  conclusion  that  an  excellent 
accuracy and high precision was achieved. From the extraction 
efficiency data, the recovery of the active component was found 
to be quantitative. Selectivity of the method was demonstrated 
by  the  absence of  any  interfering peaks  from other  coexisting 
excipient  substances  at  the  retention  time  of  the  drug.  Hence 
this method can be easily and conveniently used for the routine 
analysis of the drug in pharmaceutical formulations. 
 
Acknowledgement 
 

Tirumala  Rajesh  is  grateful  to  University  Grants 
Commission  (UGC),  New  Delhi,  India  for  providing  Junior 
Research Fellowship (JRF) and to Dr. R. Shiva Kumar, Pro‐Vice 
Chancellor,  SRM  University,  Kattankulathur  for  providing  the 
facilities to carry this research work. 
 
 
 



Lakshmi and Rajesh / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 262­265  265 
 

 
 

References 
 
[1]. Yamasaki,  Y.;  Katakami,  N.;  Hayaishi‐Okano,  R.;  Matsuhisa,  M.; 

Kajimoto,  Y.; Kosugi, K.; Hatano, M.; Hori, M. Diabetes Res. Clin. Pract. 
2005, 67, 204‐210. 

[2]. Watanabe, K.; Uchino, H.; Ohmura, C.; Tanaka, Y.; Onuma, T.; Kawamori, 
R. J. Diabetes Complicat. 2004, 18, 183‐186. 

[3]. Vichayanrat,  A.;  Ploybutr,  S.;  Tunlakit,  M.;  Watanakejorn,  P.  Diabetes 
Res. Clin. Pract. 2002, 55, 99‐103. 

[4]. Zhang,  H.;  Sun,  C.  R.;  Ishurd,  O.;  Pan,  Y.J.;  Ding,  L.S.  Carbohydr.  Res. 
2004, 339, 2027‐2030. 

[5]. Chen, X.; Zheng, Y.; Shen, Y. Curr. Med. Chem. 2006, 13, 109‐116. 
[6]. Rethfeld, I.; Blaschke, G. J. Chromatogr. B 1997, 700, 249‐253. 
[7]. Woo. J. S.; Ryu, J. K. J. Pharm. Biomed. Anal. 2006, 42, 328‐333. 
[8]. Saiz‐Abajo,  M.  J.;  Gonzalez‐Saiz,  J.  M.;  Consuelo,  P.  Anal.  Chim.  Acta 

2005, 528, 63‐76. 
[9]. ICH Guidelines, Validation of Analytical Procedures: Q2A, 1994. 
[10]. ICH Guidelines, Validation of Analytical Procedures: Q2B, 1996. 
[11]. ICH Draft  Guidelines,  Validation  of  Analytical  Procedures: Definitions 

and Terminology, Federal Register, vol. 60, IFPMA, Switzerland, 1995.