Microsoft Word - European_Journal_of_Chemistry_1_4_2010_341_347_98


European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 341‐347 

 
European Journal of Chemistry 

ISSN 2153‐2249 (Print) / ISSN 2153‐2257 (Online)  2010 EURJCHEM 
DOI:10.5155/eurjchem.1.4.341‐347.98 

   

 

European Journal of Chemistry 
Journal homepage: www.eurjchem.com 

 
     

Interaction  of  charge  transfer  fluorescence  probe  with  non‐ionic  surfactants: 
Estimation of physico‐chemical properties and association constant 

Takhellambam Sanjoy Singh and Sivaprasad Mitra* 

Department of Chemistry, North­Eastern Hill University, Shillong, IN­793022, India 

*Corresponding author at: Department of Chemistry, North­Eastern Hill University, Shillong, IN­793022, India. Tel.: +91.364.2722634; fax: +91.364.2550076. 
E­mail address: smitra@nehu.ac.in (S. Mitra). 

 
 

   

     
ARTICLE INFORMATION    ABSTRACT
Received: 06 May 2010 
Received in revised form: 19 August 2010 
Accepted: 20 September 2010 
Online: 31 December 2010 

KEYWORDS 

  Fluorescence  behavior  of  intramolecular  charge  transfer  probe  trans‐ethyl‐p‐
(dimethylamino)  cinnamate  (EDAC)  is  extremely  sensitive  to  the  local  environment.  This 
study explores the interaction of EDAC with several Igepal, Brij and Tween series of non‐ionic 
surfactants  by  steady  state  and  picoseconds  time‐resolved  fluorescence  spectroscopy.  The 
physico‐chemical  properties,  like  critical  micelle  concentration  and  micropolarity  of  the 
micellar media surrounding the probe were determined.  In most of  the cases,  the observed 
values  were  in  good  agreement  with  the  data  reported  in  the  literature.  Results  obtained 
from  time‐resolved  fluorescence  experiments  show  a  substantial  reduction  in  total  non‐
radiative decay rate of the probe in micellar medium compared to that in aqueous phase. This 
indicates  preferential  association  of  the  probe  inside  the  micellar  core.  The  association 
constant of the probe‐micelle interaction was also evaluated in different cases. 

Fluorescence 
Non‐ionic surfactants 
Intramolecular charge transfer 
CMC 
Micropolarity 
Association constant 

 
1. Introduction 
 

Recently,  surfactants  have  become  the  subject  of  intense 
investigation  by  researchers  in  the  fields  of  chemical  kinetics 
and  biochemistry  due  to  the  unusual  properties  of  the 
polymeric  forms of  these materials. There has been a growing 
interest in elucidating micellar characteristics primarily due to 
the  fact  that  they  are  among  one  of  the  simpler  membrane 
mimetic systems [1‐3]. The application of non‐ionic surfactants 
is  rapidly  increasing  in  many  fields  such  as  cosmetics, 
pharmaceuticals, paints and so on [4]. Also, the development of 
non‐ionic,  safe,  biodegradable  microemulsions  with  specific 
properties  like  high  solubilization  power  and  temperature 
insensitivity has been the focus of current interest [5]. Micelles 
are aggregated structures formed by the interaction of several 
surfactant  molecules.  Generally,  surfactant  molecules  are 
characterized by possessing both hydrophobic and hydrophilic 
moieties  and  above  a  certain  concentration  (called  critical 
micelle  concentration,  cmc),  the  surfactant  molecules  group 
together  to  form  a  micelle  with  fairly  discrete  structure. 
Effective  use  of  the  surfactants  in  different  biological  or 
industrial applications mentioned above requires a knowledge 
of several micellar properties like critical micelle concentration 
(cmc), effective solution polarity etc. 

Formation  of  micelles  from  the  monomer  surfactant 
molecules  is  generally  followed  by  sharp  changes  in  several 
solution  properties  like  conductivity,  viscosity,  osmotic 
pressure,  density,  polarity,  specific  heat,  refractive  index  and 
solubilization  power  etc.  Fluorescence  spectroscopy  can  also 
serve as a fantastic tool to study the micellization of surfactants 
due  to  its  excellent  sensitivity  towards  the  environment 
surrounding  the  fluorophore  [6,7].  However,  this  technique 
may be more suited to study the aggregation of surfactants  in 
the low concentration region, as additional complication due to 

scattering may  appear  in  higher  surfactant  concentration.    By 
comparing  the  fluorescence  spectral  data  obtained  in  the 
micellar medium with  the  calibration  curve constructed using 
various  homogeneous  systems,  mean micellar  properties  like 
effective polarity, apparent viscosity, aggregation numbers and 
electrostatic  mean  field  potentials  at  interfaces  have  been 
successfully  determined  [8,9].  However,  most  of  the 
fluorescence based  studies  involve  the use of  a  specific probe 
molecule  to  investigate  the micellization behavior of  the most 
common  non‐ionic  surfactant,  tritonX‐100,  along  with  the 
representative  ionic  surfactants  like  sodium  dodecyl  sulfate 
(SDS)  and  cetyl  trimethyl  amonium  bromide  (CTAB).  The 
applicability  of  the  particular  probe  to  study  several  other 
important classes of non‐ionic surfactants like polyoxyethylene 
based  Igepal, Brij and/or Tween series surfactants are scantly 
monitored.  Some  of  the  relatively  recent  literatures  are 
available  for  monitoring  the  micellization  process  of  these 
surfactant  systems with  fluorescence,  as well  as  other  related 
techniques,  using  probes  like  safranine‐T,  1‐anthracene  sulp‐
honate,  pyrene‐1‐carboxaldehyde,  benzimidazole  derivatives 
etc.  to  report  their  cmc  [10‐14]  and  also  the  local  polarity 
parameters  [15‐19].  Ideally,  when  using  a  fluorescent  probe 
molecule,  one  assumes  that  it  should  not  perturb  the  system 
significantly  in  spite  of  being  extremely  sensitive  to  the 
environment where it is located within the aggregate. However, 
the most widely studied system safranine‐T  is  itself a cationic 
species and known to  form 1:1  intermolecular charge transfer 
complex with Tween and Igepal series surfactants [15]. As the 
micellar  structure  often  critically  depends  on  the  interfacial 
potential,  characterization  of  the  non‐ionic  micelles  with 
diffusive charged species  like safranine‐T might be erroneous. 
On the other hand, non‐ionic pyrene has always been a popular 
choice as a fluorescent probe to study the micellar aggregation 
for different kind of  surfactants  [20,21].  It was  found  that  the 



342  Singh and Mitra / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 341­347 
 

 

ratio of  first to third vibrational fluorescence band intensity is 
an  efficient  reporter  for  different  physico‐chemical  properties 
during micelle  formation.  However,  the main  disadvantage  of 
using  pyrene  as  fluorescent  probe  is  its  low  solubility  in 
aqueous media. Furthermore, fine structure in the fluorescence 
spectrum,  strong  concentration  dependence  of  fluorescence 
intensity etc. are other additional complications which demand 
the  search  for  new  fluorescent  probes.  Intramolecular  charge 
transfer  (ICT)  process  in  covalently  linked  donor‐acceptor 
system seems to have an added advantage in this respect; since 
it  does  not  need  to  diffuse  to  show  the  characteristic  charge‐
transfer  fluorescence  band  like  in  intermolecular  case. 
Furthermore, the extreme sensitivity of the ICT probes to local 
polarity prompted a large number of studies of this process in a 
variety of micro‐heterogeneous medium [22‐24]. 

It was found that non‐ionic, water soluble ICT probe trans‐
ethyl  p‐(dimethylamino)  cinnamate,  EDAC  (structure  given  in 
Figure  1,  inset)  is  extremely  sensitive  to  solvent  polarity  and 
that  the  fluorescence  properties  show  very  good  correlation 
with solvent polarity parameter. The characteristic property of 
a locally excited (LE) and ICT state was determined [25]. Also, 
the change  in dipole moment  in the ground and excited states 
was calculated from steady state spectral measurements in the 
series  of  solvents  with  varying  polarity  using  Lippert‐Mataga 
relationship.  Furthermore,  the  clean  and  clear  largely  Stokes‐
shifted  ICT  fluorescence  as  well  as  noticeable  change  in 
fluorescence  spectral  position  with  polarity  of  the  medium 
prompted us to use EDAC as a probe to study the micellization 
behavior  of  various  non‐ionic  surfactants  by  steady  state  and 
picoseconds time‐resolved fluorescence spectroscopy.  The aim 
of  the  present  work  was  to  investigate,  using  EDAC  as  a 
fluorescence polarity probe, to study the micellization behavior 
of several non‐ionic surfactants, interfacial polarity of the local 
environment  around  the  probe  as  well  as  the  nature  of 
bindingtheir interaction. 

 

  
Figure 1. Absorption and emission spectra of ~1.0 × 10‐5 M solution of EDAC 
in 1,4‐dioxane  (filled  squares)  and water  (empty  squares).  Structure of  the 
probe (trans)‐ethyl p‐(dimethylamino) cinnamate (EDAC) is also shown. 

 
2. Experimental 
 
2.1. Chemicals 

 
Trans‐ethyl‐p‐(dimethylamino)cinnamate  was  synthesized 

using standard procedure based on Reformatsky reaction [25]. 
A  total of nine polyoxyethylene series of non‐ionic surfactants 
viz.  polyoxyethylene‐5‐nonyl  phenyl  ether  (Igepal  CO‐520), 
polyoxyethylene‐9‐nonyl  phenyl  ether  (Igepal  CO‐630), 
polyoxyethylene‐12‐nonyl  phenyl  ether  (Igepal  CO‐720), 

polyoxyethylene‐10‐cetyl  ether  (Brij‐56),  polyoxyethylene‐20‐
cetyl  ether  (Brij‐58), polyoxyethylene‐10‐oleyl  ether  (Brij‐97), 
polyoxyethylenesorbitan  monolaurate  (Tween‐20),  polyoxy 
ethylenesorbitan  monopalmitate  (Tween‐40)  and  polyoxy 
ethylene  sorbitan  monooleate  (Tween‐80)  were  used  in  this 
study.  The  highest  grade  of  purity  available  (>99.9%)  of  all 
these surfactants were obtained from Sigma‐Aldrich Chemicals 
Pvt.  Ltd.  (India)  and  used  as  received.  The  water  used  as 
solvent  in  all  the  measurements  was  obtained  from  Elix  10 
water  purification  system  (Millipore  India  Private  Ltd).  The 
concentration  of  the  probe  (~1.0  ×  10‐5  mol  dm‐3)  was  low 
enough  to  avoid  any  aggregation  and/or  inner  filter  effect 
(maximum  absorbance  was  kept  below  0.2  at  excitation 
wavelength)  and  kept  constant  during  variation  of  surfactant 
concentration.  All  experiments  were  carried  out  at  ambient 
temperature (297 K). 
 
2.2. Instrumentation 
 

Steady‐state absorption spectra were recorded on a Perkin‐
Elmer  model  Lambda  25  absorption  spectrophotometer. 
Fluorescence  spectra  were  taken  in  a  Hitachi  model  F‐4500 
spectrofluorimeter.  Fluorescence  quantum  yields  (f)  were 
calculated  by  comparing  the  total  fluorescence  intensity  (F) 
under  the  whole  fluorescence  spectral  range  with  standard 
reference  using  quinine  sulfate  in  1M H2SO4  (fS  =0.54)  using 
the following equation [25]. 
 

2).(
101

101
..

s

i

A

A

s

i
s
f

i
f n

n

F

F
i

s










     

(1) 

 
where,  Ai  and  As  are  the  optical  density    of  the  sample  and 
standard, respectively, and n is the refractive index of solvent. 
The relative experimental error of the measured quantum yield 
was estimated within ±5%. 

The  fluorescence  decay  curves  in  homogeneous  buffer 
solution  as  well  as  in  the  presence  of  different  surfactant 
concentration  were  obtained  using  time  correlated  single 
photon  counting  (TCSPC)  technique.  Details  of  time  resolved 
fluorescence  measurement  are  essentially  the  same  as 
described elsewhere  [26]. The excitation was done at 380 nm 
obtained by frequency doubling (GWU, Spectra Physics) of the 
tunable,  picosecond  version  of  a  Ti:Sapphire  laser  (Tsunami 
3950 Standard, Spectra Physics, Mountain View, CA) output in 
the  range  of  720~830  nm  pumped  by  5W  Nd‐YLF  laser 
(Millenia X,  Spectra Physics).  Fluorescence decay  curves were 
obtained  at  the  laser  repetition  rate  of  4  MHz  by  a  micro‐
channel  plate  photomultiplier  (Model  R2809U,  Hamamatsu) 
coupled  to  a TCSPC  set‐up. The  Instrument  response  function 
(IRF, ~40 ps FWHM) at 380 nm was obtained by using a dilute 
colloidal  suspension  of  dried  non‐dairy  coffee  whitener.  The 
experimentally  obtained  fluorescence  decay  traces  I(t), 
collected  at  the  magic  angle  (54.7o)  to  eliminate  any 
contribution  from  the  anisotropy  decay,  were  expressed  as  a 
sum of exponentials (Equation 2) and analyzed by non – linear 
least–square  iterative  convolution  method  based  on 
Lavenberg‐Marquardt  [27]  chi‐square  (χ2)  minimization 
algorithm (Equation 3). 

 

)/exp()( i
i

i ttI  
       

(2) 

 

where, i is the amplitude of the ith component associated with 
fluorescence lifetime i such that ∑i = 1. 

 

PN

xfy
N

i
ii






1

2

2

)]([


       
(3) 



Singh and Mitra / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 341­347  343 
 

 
 

 

  
Figure 2. Variation of EDAC fluorescence intensity with increasing concentration of surfactants. [Brij‐97] /mM = 0.0 
(0), 0.05 (1), 0.1 (2), 0.15 (3), 0.2 (4), 0.25 (5), 0.4 (6), 0.6 (7) and 0.8 (8); [Igepal CO‐520] /mM = 0.0 (0), 0.5 (1), 1.0 
(2), 1.5 (3), 2.0 (4), 2.5 (5), 3.0 (6), 6.0 (7) and 8.0 (8); [Tween‐80] /mM = 0.0 (0), 0.002 (1), 0.01 (2), 0.015 (3), 0.02 
(4), 0.03 (5), 0.04 (6), 0.05 (7), 0.06 (8) and 0.07 (9). 

 
N  is  the  number  of  data  points  and  P  is  the  number  of  free 
parameters in the fitting function. The reliability of  fitting was 
also  checked  by  Durbin‐Watson  (DW)  parameter  and  visual 
inspection  of  residual  distribution  in  the  whole  fitting  range 
[28]. 
 
3. Results and discussion  
 
3.1. Steady state spectral properties 
 

The absorption spectrum of  the aqueous solution of EDAC 
shows a broad, unstructured band with the maximum centered 
at around 360 nm, whereas, the fluorescence spectra originated 
at 485 nm is due to the emission from the charge transfer state 
[25].  Figure  1  shows  the  representative  absorption  and 
emission spectra of aqueous solution of EDAC, along with those 
in  1,4‐dioxane, which  is widely  accepted  as  the  homogeneous 
mimics of micellar core [29]. Table 1 contains the fluorescence 
maximum  (νflmax),  fluorescence  spectral  full  width  at  half 
maxima  (νfwhm),  energy  of  intersection  of  absorption  spectra 
and normalized fluorescence emission spectra (ν0,0) as well as 
Stokes‐shift  (∆νss)  for  EDAC  in  homogeneous  as  well  as 
different non‐ionic surfactant systems.  From Figure 1, it is seen 
that the absorption spectral position of EDAC is independent on 
solvent  polarity  indicating  relatively  non‐polar  nature  of  the 
ground state; in sharp contrast to the fluorescence spectra that 
shows appreciable red shift (~70 nm) while moving from 1,4‐
dioxane  to  water.  This  large  spectral  shift  in  polar  solvent 
clearly  indicates  the  charge  transfer  nature  of  the  fluorescing 
species.  Again,  the  absorption  spectral  position  remains 
practically  unaffected  by  the  addition  of  all  the  surfactants. 
However,  the  fluorescence  spectral  peak  position  is  strongly 
dependent on  the  amount of  the  surfactant  in  the  solution.  In 
general,    gradual  addition  of  surfactants  is  associated  with  a 
blue shift  in  the emission maximum along with an  increase  in 
fluorescence intensity in all the cases (Figure 2) suggesting that 
the environment around the probe gets perturbed as we move 

from  pure  solvents  to  aqueous  micellar  solutions.  In  analogy 
with  the  results  discussed  earlier  for  homogeneous  solvent 
systems  [25],  a  blue  shift  of  fluorescence  maximum  suggests 
that  the polarity of  the micellar environments  is  less  than  the 
polarity of the bulk water. The fluorescence spectral blue shift 
for  EDAC  is  about  ~35  nm  in  Igepal  series  compared  to  its 
position  in  aqueous  solution.  On  the  other  hand,  in  Brij  and 
Tween series of non‐ionic surfactants the shifts are ~30 nm. 

Apart  from  the  shift  in  spectral  position,  fluorescence 
intensity  of  the  EDAC  increases  remarkably  in  the  micellar 
medium  (Figure  2),  till  it  reaches  a  plateau  at  high 
concentrations.  This  observation  is  true  for  all  non‐ionic 
surfactants studied here and can be rationalized on the basis of 
the  association  of  the  probe  in  a  less  polar  site  within  the 
micellar  aggregates  as  compared  to  pure  aqueous  phase.  As 
discussed  in  our  previous  studies  [30‐32],  the  increase  in 
fluorescence  yield  of  EDAC  in  micro‐heterogeneous 
environment of non‐ionic surfactants is related to the decrease 
in  non‐radiative  relaxation  in  the  confined  cavity  of  the  host. 
This  decrease  in non‐radiative  relaxation might  be due  to  the 
following.  The  ICT  state  of  EDAC  is  believed  to  be  originated 
due  to  the  twisting motion  of  the  dimethylamino  group  [25]. 
The increase in ICT fluorescence yield may be due to locking‐in 
of  this  low  frequency  twisting  motion.  Furthermore,  in  the 
micellar environment, the reduced polarity destabilizes the ICT 
state and consequently,  increases the energy gap between this 
state  and  the  triplet  and/or  ground  state.  The  resulting 
decrease  in  non‐radiative  decay  process  leads  to  the 
enhancement of ICT emission yield. However, the nature of the 
non‐polar interior of the micellar core does not change once the 
surfactant monomers assemble to form the micellar aggregates. 
Therefore,  the  ICT  fluorescence  intensity reaches a plateau, as 
shown in Figure 2.  Interestingly,  initial addition (till 4~5 mM) 
of all the Tween series surfactants studied here results a small 
decrease in ICT fluorescence intensity (see Figure 2, as example 
for  Tween‐80)  unlike  the  other  micellar  systems,  where  a 
regular increase in intensity is observed.  



344  Singh and Mitra / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 341­347 
 

 

Table 1.  Fluorescence properties of EDAC in water, 1,4‐dioxane and different micellar media. 
Medium  flmax /cm­1  fwhm /cm­1  0,0 /cm­1  ss /cm­1 
Water  20,620  2,750 23,190 6,190
1,4‐dioxane  24,213  2,940 25,695 3,642
Igepal CO‐520  22,420  3,580 24,715 5,356
Igepal CO‐630  22,075  3,310 24,625 5,710
Igepal CO‐720  22,100  3,203 24,530 5,700
Brij‐56  21,880  3,690 24,520 5,895
Brij‐58  21,975  3,409 24,371 5,795
Brij‐97  22,170  3,250 24,680 5,604
Tween‐20  21,980  3631 24,496 5,800
Tween‐40  22,025  3,622 24,544 5,750
Tween‐80  21,975  3,603 24,446 5,800
 
Table 2.   Fluorescence quantum yield (f), decay time (), mean fluorescence decay time (<>), radiative (r) and total nonradiative (∑nr) decay constants of 
EDAC in aqueous solution as well as in the presence of different non‐ionic surfactants.a 

Medium  f/10­3 
Fluorescence decay time ()  2 

 

<> 
ns 

r 
/108s­1 

∑nr 
/1010 s­1 1/ns(1)  2/ns(2)  3/ns(3) 

Water 
Igepal CO‐520 
Igepal CO‐630 
Igepal CO‐720 
Brij‐56 
Brij‐58 
Brij‐97 
Tween‐20 
Tween‐40 
Tween‐80 

3.2 
20.4 
25.1 
28.3 
7.6 
11.3 
28.8 
13.4 
13.3 
13.8 

0.09(1.0) 
0.087(0.513) 
0.084(0.457) 
0.064(0.506) 
0.050(0.574) 
0.035(0.733) 
0.020(0.593) 
0.042(0.643) 
0.061(0.514) 
0.073(0.551) 

‐
0.255(0.439) 
0.263(0.495) 
0.249(0.445) 
0.212(0.422) 
0.210(0.265) 
0.170(0.366) 
0.233(0.350) 
0.232(0.462) 
0.254(0.446) 

‐
0.578(0.048) 
0.554(0.048) 
0.501(0.049) 
0.772(0.004) 
0.999(0.002) 
0.355(0.041) 
0.660(0.007) 
0.539(0.024) 
1.238(0.003) 

0.98
1.06 
1.03 
0.92 
1.01 
0.97 
0.86 
0.91 
1.25 
0.91 

0.09 
0.188 
0.199 
0.172 
0.121 
0.083 
0.089 
0.113 
0.153 
0.157 

0.4 
1.09 
1.26 
1.65 
0.63 
1.36 
3.23 
1.19 
0.87 
0.88 

1.1
0.52 
0.49 
0.56 
0.82 
1.19 
1.09 
0.87 
0.64 
0.63 

a  The    pre‐exponential  factors  (i)  associated  with  each  decay  component  (i)  as  obtained  fitting  the  experimental  points  using  Equation  (2)  are  given  in 
parentheses; chi‐square (χ2) values obtained from data fitting algorithm are also given in each case. 
 

Similar observation was reported earlier for fluorescence 
studies  in  pyrene‐1‐carboxaldehyde  in  mixed  non‐ionic 
micellar system [11]. Although the reason for this observation 
is not clear yet, it might be due to the difference in the onset of 
micellization in these three series of surfactants. 
 
3.2. Picosecond time­resolved fluorescence of EDAC in 
micellar medium 

 
Excited  state  lifetime  of  a  fluorophore  in  a  micellar 

solution serves as a sensitive parameter for exploring the local 
environment  around  the  fluorophore.  Furthermore,  this  also 
contributes  to  the  understanding  of  different  interactions 
between  the probe and  the micelle  [33]. On  the basis of  this, 
time‐resolved  fluorescence studies were performed on EDAC 
under  fully  micellized  condition  of  surfactants.  The  aqueous 
buffer  solution  of  EDAC  undergoes  single  exponential  decay 
with a fluorescence lifetime of 90 ps [25]. However, the decay 
curves  show  significant  contributions  from  more  than  one 
component  in  micellar  solutions,  as  evidenced  by  the 
inspection of distribution of weighted residuals as well as the 
reduced χ2 values. All  the  fitting parameters are displayed  in 
Table  2.  Multi‐exponential  decay  of  fluorescence  in  micellar 
systems is quite common and believed to be originated due to 
the  inhomogeneous  distribution  of  fluorescent  probes  in 
different micellar sub‐domain. However, it is often difficult to 
mechanistically assign the various components of the decay. If 
we assume  that  the diffusion of  the probe molecule  is  rather 
slow in micellar medium, there is always a probability that the 
probe  molecule  in  different  micro‐domains  of  micellar 
systems are excited simultaneously  to give multi‐exponential 
fluorescence  decay.  Instead  of  emphasizing  too much  to  the 
individual  decay  components,  we  define  the  average  decay 
time  of  the  fluorophore  in  the  micellar  environment  using 
Equation 4 to discuss the fluorescence decay behavior. 

 

i
i

i   
         

(4) 

 
The calculated values are listed in Table 2. It is interesting 

to  note  that  the  mean  fluorescence  decay  time  of  EDAC  in 
micellar media is always larger than the corresponding values 

in homogeneous medium; however,  the difference  is more  in 
case of Igepal surfactants in comparison with both Tween and 
Brij  series  surfactants.  Fluorescence  quantum  yield  (f) 
calculated  from  the  area  of  the  total  fluorescence  emission 
over  the  whole  spectral  range,  the  radiative  (r)  and  total 
nonradiative  (∑nr)  decay  rate  constants  calculated  from 
Equation 5 are also listed in the same table. The increase in f 
and  substantial  decrease  in  ∑nr  in  micellar  environment 
points  to  the  restricted  low‐frequency  motion  of  the 
fluorophore  inside  the micellar  sub‐domains  as  discussed  in 
Section 3.1 above. 
 

  /)1(;/ f
nr

f
r

     
(5) 

 
 
3.3. Interaction of the probe with non­ionic surfactants: 
Association constant and physico­chemical properties of 
the local environment 
 

It is important to note that in order to be able to use as a 
fluorescence  probe  to  determine  the  physico‐chemical 
properties  of  the micellar  system;  care must  be  taken  about 
the  solvent  relaxation  [34].  Generally,  solvent  relaxation 
around  the  excited  fluorophore  should  be  complete  prior  to 
fluorescence emission. Steady state technique for checking the 
solvent relaxation behavior is to verify the so called “red edge 
relaxation”  effect  [35].  Excitation  at  the  long  wavelength 
absorption tail  for EDAC in aqueous and non‐ionic surfactant 
media  does  not  affect  the  fluorescence  band maxima,  which 
indicates  excellent  solvent  relaxation  in  these heterogeneous 
media and confirms applicability of EDAC to estimate several 
physico‐chemical  properties  in  the  micellar  environment. 
Indeed, we have shown earlier [30] that the calculated values 
of  critical  micelle  concentration  (cmc)  as  well  as  polarity 
parameters  based  on  EDAC  fluorescence  behavior  in  several 
well known surfactants such as SDS, CTAB and tritonX‐100 are 
in  excellent  agreement  with  the  literature  values.  In  the 
following  subsections,  we  describe  the  determination  of 
several  physico‐chemical  properties  of  non‐ionic  micellar 
systems from EDAC fluorimetric titration data. 

 
 



Singh and Mitra / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 341­347  345 
 

 
 

 
Figure 3. Variation of (F‐F0)/(Fm‐F0) with total surfactant concentration [Dt] for some representative non‐ionic surfactant 
system. The constant of dye‐micelle interaction can be calculated from the slope of the straight line. 

 
 
3.3.1. Association Constant 
 

The  association  of  the  fluorescent  probe  to  the  miceller 
sub‐domain  can  be  described  by  the  following  equilibrium 
[36]. 

 

m
K

ma SDS S                     (6) 

 
where,  Sa    and  Sm  denote  the  substrate  concentrations 
expressed as molarities in terms of total volume of solution in 
the  aqueous  phase  and  in  the  micellar  pseudo‐phase, 
respectively.  Dm  is  the  molar  concentration  of  surfactant  is 
micellar form. 

The equilibrium constant for the process, often termed as 
association constant, is given by 

 

]][[

][

ma

m
S DS

S
K             (7) 

 
Considering,  the  aggregation  number  of  the  micelle 

formation to be constant, the total substrate concentration (St) 
and  the  total  detergent  concentration  (Dt)  can  be written  as 
[Sa]+[Sm]  and  [Sm]+[Dm]+cmc,  respectively.  cmc  indicates  the 
critical micellar concentration. 

The fraction of micelle associated substrate is defined as 
 

][

][

t

m

S

S
f                         (8) 

 
then, one obtain 
 

  cmcKfSDK
f

f
SttS 


][][

1
               (9) 

 
Under  the  experimental  condition  of  [Sm]<<[Dt]  and 

[Dt]>>cmc, the above equation can be approximated as  
 

][
1 tS DK
f

f



                   (10) 

 
Experimentally,  f  can  be  calculated  by  steady  state 

fluorescence experiments in presence and absence of micellar 
systems as follows. 
 

0

0

FF

FF
f

m 


                     (11) 

 
where, F, Fo, and Fm are the intensity of fluorescence emission 
at  a  particular  wavelength  under  the  whole  fluorescence 
emission spectra of  the probe  in  the surfactant, water and  in 
fully micellized conditions, respectively. Substituting the value 
of f one can write: 
 

][
0

0
tS

m

DK
FF

FF



                  (12) 

 
A  plot  of  (F­Fo)/(Fm­F0)  vs  [Dt]  gives  a  straight  line,  the 

slope of which gives the value of the association constant, Ks. 
Some  representative  plots  are  shown  in  Figure  3  and  the 
corresponding  values  of  the  binding  constant  of  EDAC  with 
different non‐ionic  surfactant  systems are  tabulated  in Table 
3. 



346  Singh and Mitra / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 341­347 
 

 

   
 
Table 3.  Physico‐chemical properties and association constant (K) of different micellar systems obtained by using EDAC as fluorescence probe.a 

System 
Physico­chemical properties 

K /104, M­1 
cmc /mM    ET(30) /kcal  mol­1 

Igepal CO‐520  0.43 (0.47 [10])  24.2 (42 [15]) 45 (44 [15]) 3.6
Igepal CO‐630  0.36 (0.48 [11])  41.2 47 (52 [11]) 3.3
Igepal CO‐720  0.30 (0.49 [10])  40.4 (10 [15]) 47 (48 [11]) 2.4
Brij‐56  0.03 (0.023 [12])  50.2 (57 [16]) 48 (51 [16]) 4.6
Brij‐58  0.03 (0.03 [13])  45.7 (40 [16]) 47 (46 [16]) 6.8
Brij‐97  0.28 (0.34 [12])  36.3 46 1.1
Tween‐20  0.09 (0.08 [14])  45.5 (12 [18]) 47 (43 [17]) 5.6
Tween‐40  0.03 (0.027 [14])  43.4 (12 [18]) 47 (42 [17]) 7.6
Tween‐80  0.018(0.012 [14])  45.8 (5 [18]) 47 5.7
a The literature values of the physico‐chemical properties are mentioned in the parentheses along with the reference numbers. 
 

Figure 4. Determination of critical micelle concentration from the break points of variation of fluorescence intensity with surfactant concentration (a) 
and ratio of fluorescence yield of EDAC in presence and absence of surfactant with negative logarithm of surfactant concentration (b). 

 
 
3.3.2. Critical micellar concentration (cmc) 
 

The  formation  of  micelle  from  the  monomer  surfactant 
molecules  occurs  within  a  narrow  range  of  concentration, 
usually known as cmc. The cmc is an extremely useful quantity 
as  it  describes  the  surfaces  and  interfacial  activity  of  the 
surfactant  molecules  in  solution.  A  sudden  break  from  the 
linear variation of any observable parameter of the probe with 
increase  in  surfactant  concentration  often  indicates  the 
approach  to  cmc.  Literature  reports  show  that  the  cmc  of 
surfactant systems can be obtained from the fluorescence data 
in  two  ways:  firstly,  the  intensity  is  plotted  directly  against 
surfactant  concentration  [30] and secondly,  a plot of  ratio of 
quantum yields  of  the  fluorescence  probe  in  the  presence  of 
surfactant  to  that  in  pure  homogeneous  medium  (/0) 
against negative  logarithm of surfactant concentration  is also 
used  [11]  to  find  the  break  points.  We  have  used  both  the 
methods  and  some  of  the  representative  plots  are  given  in 
Figure  4.  Both  these  measurements  lead  to  the  cmc  value 
which  is  very  close  to  each  other;  an  average  of  these  two 
measurements  is  given  in  Table  3  along  with  the  available 
literature  data  for  different  non‐ionic  surfactants.  It  is  seen 
that  the measured  cmc  values  in  this  report  are  in  excellent 
agreement with  the  literature data. This  further confirms the 
applicability  of  EDAC  as  an  ICT  fluorescence  probe  to  study 
the micellization behavior of different surfactants. 
 
3.3.3. Polarity parameters 
 

The  variation  of  fluorescence  properties  like  emission 
maxima  (νflmax),  Stokes‐shift  (∆νss)  etc.  for  EDAC  in  pure 
solvents  and/or  in  different  homogeneous  solvent  mixtures, 
with different polarity, viscosity and hydrogen bonding ability 
was studied  in detail  [25]. These parameters reveal excellent 

correlation with  static  dielectric  constant  (ε)  of  the medium 
and  given  by  the  following  set  of  equations.  The 
corresponding plots are shown in Figure 5. 

  )02.238.24()07.10002.22673()( 1max cmfl           (13) 

   )47.185.17()23.7732.4675()( 1cmSS                     (14) 
 

These  correlation  equations  can  be  used  to  estimate  the 
static dielectric constant of the micellar environment from the 
known values of the steady state spectral parameters given in 
Table 1. The average values obtained from the measurements, 
using Equations (13) and (14), respectively, are given in Table 
3  along  with  the  available  literature  data.  Although,  the 
obtained values are in close agreement with that in literature 
in  the  case  of  Brij  series  surfactants;  the  surprisingly  small 
values for Tween series surfactants reported in reference [18] 
are  very  far  from  the  values  obtained  in  our  experiment. 
Similar trend was observed in case of Igepal CO‐720 also. On 
the  other  hand,  the  calculated  value  of  Igepal  CO‐520  is  less 
than  the  literature  report.  Although  the  reason  for  these 
differences is not clear at this point,  it may be due to the fact 
that  the  different  probe  molecules  used  in  different  studies 
may  be  located  preferentially  at  varied  environment  of  a 
micellar  cavity.  Furthermore,  the  presence  of  a  fluorescent 
probe  may  perturb  the  intrinsic  structure  of  the  micellar 
cavity.  Depending  on  the  location  of  the  probe  and  also  the 
degree of perturbation, the reported values are only indicative 
of  the  local environment  for different probe molecules  in  the 
micellar  cavity.  Essentially,  the  difference  between  the 
measured  data  and  the  reported  values  may  be  due  to 
different local environment of the probe binding site as well as 



Singh and Mitra / European Journal of Chemistry 1 (4) (2010) 341­347  347 
 

 
 

microscopic heterogeneity of the micelle due to the difference 
in surfactant structure. 

 

 
 
Figure 5. Systematic variation of EDAC fluorescence properties with static 
dielectric constant of  the medium. The effective dielectric constants of  the 
mixed solvent systems were calculated in the same procedure as mentioned 
in reference [25]. The correlation equations are given in the text. 
 
 

The empirical polarity scale, ET(30) for micellar media can 
also be estimated from the correlation equations of νflmax, and 
∆νss described earlier [37]. This uni‐parametric scale depends 
on  both  the  medium  dielectric  properties  and  hydrogen 
bonding  acidity,  but  it  does  not  take  care  of  the  hydrogen 
bonding  acceptor  basicity  of  the  surrounding  environment 
[38]. The specificity of Lewis acid‐base interactions in ET(30) 
parameter  arise  from  the  negative  charge  localized  on  the 
phenolic oxygen of betaine molecule. Quantitative estimation 
of  the  effect  of  several  solvent  parameters  on  the  different 
steady  state  fluorescence  properties  of  EDAC  was  reported 
recently  using  multi‐parametric  approach  based  on  Kamlet‐
Taft equation [39]. The results indicate that the basicity of the 
medium has  indeed negligible  influence (< 8 %) on νflmax and 
∆νss of EDAC. Consequently, EDAC can also be used as a very 
efficient  reporter  of  ET(30)  value  of  the  medium.  The 
calculated  values  are  shown  in  Table  3  along  with  the 
available  literature data  for different surfactant systems.  It  is 
indeed  observed  that  the  calculated  values  are  in  very  good 
agreement with the literature values. 
 
4. Conclusion 
 

The  fluorescence  properties  of  polarity  sensitive  probe 
EDAC is  found to be dramatically altered  in micellar medium 
when compared  to  the aqueous bulk phase. The blue shift  in 
the  fluorescence  spectral  position,  considerable  increase  in 
ICT fluorescence intensity indicates the presence of the probe 
inside  the  micellar  domain.  Despite  potential  complexity  of 
micro‐aggregates containing  intrinsically heterogeneous non‐
ionic  surfactants  systems,  several  mean  microscopic 
properties,  such  as  association  constant,  polarity  parameters 
etc. were obtained using fluorimetric titration of EDAC in the 
different  micellar  structure.  Effective  polarity  of  different 
micellar media and critical micellar concentration determined 
by  using  EDAC  as  a  probe  are  in  good  agreement  with  the 
literature reported values. 

Acknowledgement 
 

Financial  support  through  research  project  34‐
299/2008(SR)  from  University  Grants  Commission  (UGC), 
Government of India is gratefully acknowledged. The authors 
are  indebted  to  Prof.  G.  Krishnamoorthy  of  Tata  Institute  of 
Fundamental  Research  (TIFR),  Mumbai  for  kindly  allowing 
them to access the TCSPC set‐up in his laboratory. 
 
References 
 
[1]. Thomas, J. K. Chem. Rev. 1980, 80, 283‐299. 
[2]. Fendler, J. H. Membrane Mimetic Chemistry. Wiley‐Interscience, New 

York, 1982. 
[3]. Grätzel, M.; Kalyansundaram, K.  Kinetics and Catalysis in 

Microheterogeneous Systems, Surfactant Science Series, Marcel 
Dekker, New York, vol. 38, 1991. 

[4]. Bayindir, Z. S.; Yuksel, N. J. Pharm. Sci. 2010, 99, 2049‐2060. 
[5]. Sato, H.; Shibata, A.; Wang, Y.; Yoshikawa, H.; Tamura, H. 

Biomacromolecules 2003, 4, 46‐51. 
[6]. Turro, N. J.; Grätzel, M.; Braun, A. M. Angew. Chem. Int. Ed. Eng. 1980, 

19, 675‐696. 
[7]. Kalyansundaram, K. Photochemistry in Organized and Constrained 

Media. Ramamurthy, V. (ed), VCH Publishers, New York, pp 39, 1991. 
[8]. Law, K. Y. Photochem. Photobiol. 1981, 33, 799‐806. 
[9]. Kano, K.; Ueno, Y.; Hashimoto, S. J. Phys. Chem. 1985, 89, 3161‐3166. 
[10]. Ghosh, S. K.; Khatua, P.K.; Bhattacharyya, S. C. Int. J. Mol. Sci. 2003, 4, 

562‐571. 
[11]. Banerjee, P.; Chatterjee, S.; Pramanik, S.; Bhattacharyya, S. C. Colloids 

and Surfaces A: Physicochem. Eng. Aspects 2007, 302, 44‐50. 
[12]. Shin, M. C.; Choi, H‐D.; Kim, D‐H.; Baek, K. Desalination 2008, 223, 

299‐307. 
[13]. Das, S.; Dogra, S. K. J. Chem. Soc. Faraday. Trans. 1998, 94, 139‐145. 
[14]. Graca, M.; Bongaerts, J. H. H.; Stokes, J. R.; Granick, S. J. Colloid and 

Interface Sci. 2007, 315, 662‐670. 
[15]. Ghosh, S. K.; Khatua, P. K.; Bhattacharyya, S. C. J. Colloid and Interface 

Sci. 2004, 275, 623‐631. 
[16]. Ray, R.; Bhattacharyya, S. C.; Moulik, S. P. J. Photochem. Photobiol. A. 

Chem. 1997, 108, 267‐272. 
[17]. Chatterjee, S.; Bhattacharyya, S. C. Spectrochim. Acta  A 2006, 64, 

355‐362. 
[18]. Bhattacharya, S. C.; Das, H.; Moulik, S. P. J. Photochem. Photobiol. A: 

Chem. 1993, 74, 239‐245. 
[19]. Correa, N. M.; Biasutti, M. A.; Silber, J. J. J. of Colloid and Interface Sci. 

1994, 186, 570‐578. 
[20]. Zhao, C‐L.; Winnik, M. A.; Riess, G.; Croucher, M. D. Langmuir 1990, 6, 

514‐516. 
[21]. Van Stam, J.; Depaemelaere, S.; De Schryver, F. C. J. Chem. Edu. 1998, 

75, 93‐98. 
[22]. Beecham, J. M.; Brand, L. Ann. Rev. Biochem. 1985, 54, 43‐71. 
[23]. Zacchariasse, K. A.; Kozankiewicz, B.; Kűhnle, W.  Surfactants in 

Solution. Mittal, K. L.; Lindmann, B. Plenum Press, New York, vol. 1, p 
565, 1984. 

[24]. Stubbs, C. D.; Williams, B. W. Topics in Fluorescence Spectroscopy. 
Lacowicz, R., Plenum Press, New York, vol. 3. p 331, 1991. 

[25]. Singh, T. S.; Mitra, S.; Chandra, A. K.; Tamai, N.; Kar, S. J. Photochem. 
Photobiol. A: Chem. 2008, 197, 295‐305. 

[26]. Moyon, N. S.; Singh, T. S.; Mitra, S. Biophys. Chem. 2008, 138, 55‐62. 
[27]. Bevington, P. R. Data Reduction and Error Analysis for the Physical 

Sciences. McGraw‐Hill, New York, 1969. 
[28]. O’Connor, D. V.; Philips, D. Time‐correlated single photon counting. 

Academic press, London, 1984. 
[29]. Das, S. K.; Bansal, A.; Dogra, S. K. Bull. Chem. Soc. Jpn. 1997, 70, 307‐

313. 
[30]. Sanjoy Singh, T.; Mitra, S. J. Colloid and Interface Sci. 2007, 311, 128‐

134. 
[31]. Sanjoy Singh, T.; Mitra, S. J. Incl. Phen. Macrocycl. Chem. 2009, 63, 

335‐345. 
[32]. Sanjoy Singh, T.; Mitra, S. Photochem. Photobiol. Sci. 2008, 7, 1063‐

1070. 
[33]. Maciejewski, A.; Kubicki, J.; Dobek, K. J. Phys. Chem. B 2003, 107, 

13986‐13999. 
[34]. Greiser, F.; Drummond, C. J. J. Phys. Chem. 1988, 92, 5580‐5593. 
[35]. Demchenko, A. P.; Shcherbatska, N. V. Biophys. Chem. 1985, 22, 131‐

143. 
[36]. Hirose, C.; Sepulveda, L. J. Phys. Chem. 1981, 85, 3689‐3694. 
[37]. Sanjoy Singh, T.; Mitra, S. J. Lumin. 2007, 127, 508‐514. 
[38]. Reichardt, C. Chem. Rev. 1994, 94, 2319‐2358. 
[39]. Sanjoy Singh, T.; Moyon, N. S.; Mitra, S. Spectrochim. Acta A 2009, 73, 

630‐636.