Exosomes and Microvesicles 
 
 
 
 
Rab27B-Mediated Metabolic 
Reprogramming Induces Secretome 
Acidification and Chemoresistance  
in Breast Cancer Cells 
 
Original Research Article 
 
 
 

An Hendrix1,2,*, Carla Ciccone3, Christian Gespach4, Marc Bracke1,  
Olivier De Wever1 and Wendy Westbroek3 
 
1 Laboratory of Experimental Cancer Research, Department of Radiation Oncology and Experimental Cancer Research,  
   Ghent University Hospital, Belgium 
2 Department of Medical Oncology, Ghent University Hospital, Belgium 
3 Medical Genetics Branch, National Human Genome Research Institute, USA 
4 INSERM U673 Molecular and Clinical Oncology of Solid Tumors and INSERM U938,  
   Université Pierre et Marie Curie-Paris, Faculté de Médecine, France 
* Corresponding author E-mail: an.hendrix@ugent.be 
 
Accepted 18 Mar 2013 
 
© 2013 Hendrix et al.; licensee InTech. This is an open access article distributed under the terms of the Creative 
Commons Attribution License (http://creativecommons.org/licenses/by/3.0), which permits unrestricted use, 
distribution, and reproduction in any medium, provided the original work is properly cited. 

 
 
Abstract  The  secretory  Rab27B  small  GTPase  promotes 
invasive  growth,  tumourigenicity  and  metastasis  in 
oestrogen  receptor  (ER)‐positive  human  breast  cancer 
cells. Coherently,  increased Rab27B expression  in breast 
cancer patients is associated with a poor prognosis. In the 
present  study,  bio‐energetic  profiling  revealed  that 
oxidative phosphorylation is significantly reduced in ER‐
positive  breast  cancer  cells  engineered  to  overexpress 
Rab27B  levels  as  observed  in  invasive  clinical  primary 
breast cancer. Rab27B‐induced metabolic reprogramming 
to aerobic glycolysis was further evidenced by increased 
extracellular  acidification  followed  by  cathepsin  B 
activation and doxorubicin resistance. Transient silencing 
of Rab27B and stable transfection of Rab27A, and Rab27B 
mutants in ER‐positive breast cancer cells confirmed that 
this response was Rab27B‐specific and dependent upon 
Rab27B‐GTP activation and vesicle membrane attachment  

through  the  C‐terminal  geranylgeranyl  group  of  this 
small GTPase. Rab27B‐driven extracellular acidification is 
required  and  is  sufficient  to  induce  filopodia‐like 
morphological changes, primarily involved in the process 
of  cancer  cell  invasion.  Our  data  demonstrate  that  a 
Rab27B‐dependent switch from oxidative phosphorylation 
towards  aerobic  glycolysis  in  ER‐positive  breast  cancer 
cells  is  accompanied  by  acidification  of  the  tumour 
environment. 
 
Keywords Rab GTPase, Aerobic Glycolysis, Filopodia 

 
1. Introduction 

Metastatic  cancer  is  strongly  dependent  on  an  adapted 
metabolism  to  fulfil  the  bioenergetic  requirements  for 
uncontrolled invasive growth [1]. Proliferating cells are in 

1An Hendrix, Carla Ciccone, Christian Gespach, Marc Bracke, Olivier De Wever and Wendy Westbroek: Rab27B-Mediated 
Metabolic Reprogramming Induces Secretome Acidification and Chemoresistance in Breast Cancer Cells

www.intechopen.com

ARTICLE

www.intechopen.com Exosomes microvesicles, Vol. 1, 3:2013



 

much  greater  need  of  reduced  carbon  and  nitrogen,  as 
well  as  cytosolic  NADPH  for  reductive  biosynthetic 
reactions [2]. This metabolic phenotype is characterized by 
a shift from oxidative phosphorylation (OXPHOS) towards 
aerobic  glycolysis  supplying  nucleotides,  proteins  and 
lipids  for  intense  and  constitutive  macromolecular 
synthesis.  Glycolysis  first  requires  the  conversion  of 
glucose to pyruvate and eventually to the waste product 
lactic acid. Glycolysis is inhibited by oxygen consumption, 
which allows mitochondria to oxidize pyruvate to CO2 and 
H2O. Conversion of glucose to lactic acid in the presence of 
oxygen,  but  without  its  consumption,  is  known  as  the 
Warburg  effect.  Aerobic  glycolysis  is  detected  clinically 
with  positron  emission  tomography  to  measure  the 
increased  uptake  of  the  glucose  analogue  tracer 
18fluorodeoxyglucose in many cancers [3]. 
 
Altered metabolism in cancer cells is characterized by the 
production  and  excretion  of  lactate,  resulting  in 
intratumoural acidification [4]. Typically, the extracellular 
pH  (pHe)  in  tumours  is  heterogeneous  with  a  range  of 
6.44<pHe<6.79  [5].  Low  pHe  promotes  excretion  of 
numerous proteolytic enzymes that are involved in tissue 
remodelling.  Cathepsins  are  well  described  as  pH‐
regulated membrane remodelling enzymes with increased 
secretion  and  activity  in  tumours  [6].  Acidic  pHe 
contributes  to  increased  exosome  release  and  paracrine 
exosome  uptake  [7].  These  small  membrane  vesicles 
contain numerous proteins,  lipids and even nucleic acids 
and  can  travel  to  distant  tissues,  which  allows  them  to 
influence multiple aspects of tumour behaviour, including 
local  invasive  growth  and  distant  metastasis  [8].  Acidity 
has been shown to play an important role during resistance 
to chemotherapy by impairing the uptake of weakly basic 
anti‐cancer drugs. For example, doxorubicin (DOX), a well‐
established drug for breast cancer treatment, is a weak base 
(pKa between 7.5 and 9.5) that is protonated in the acidic 
tumour environment and consequently displays decreased 
cellular uptake [9].  
 
The  small  GTPase  Rab27B  regulates  the  transport  and 
exocytosis  of  multiple  organelles,  including 
multivesicular  endosomes  (MVEs),  resulting  in  the 
release  of  exosomes  [10,  11].  Rab27B‐mediated  derailed 
exocytosis  releases  pro‐invasive  growth  regulators  into 
the  tumour  environment  for  extracellular  matrix 
degradation. In addition to the reorganization of the actin 
cytoskeleton and invasion, Rab27B also induces cell cycle 
progression and proliferation [8, 12]. These observations 
prompted  us  to  investigate  the  effect  of  Rab27B  small 
GTPase on the bio‐energetic profile of breast cancer cells. 

2. Materials and Methods 

2.1 Cell culture 

We  used  previously  described  cell  lines  that  stably 
express  GFP  or  GFP‐Rab  fusion  proteins:  MCF‐7  (or 

T47D) GFP (GFP control protein), MCF‐7 (or T47D) GFP‐
Rab27B (Rab27B wild type protein), MCF‐7 GFP‐Rab27A 
(Rab27A  wild  type  protein),  MCF‐7  GFP‐Rab27B  Q78L 
(constitutively  active  mutant  protein),  MCF‐7  GFP‐
Rab27B  T23N  or  N133I  (inactive  mutant  proteins 
defective  in  GTP  binding),  MCF‐7  GFP‐Rab27B  GER 
(geranylgeranylation  mutant  protein  defective  in 
membrane anchoring) [12]. The ER‐positive human breast 
cancer  cell  lines  were  maintained  in  a  culture  medium 
(DMEM supplemented  with 10%  FBS  (serum),  100U/ml 
penicillin  and  100μg/ml  streptomycin)  (Invitrogen, 
Merelbeke,  Belgium).  To  prepare  a  serum‐free 
conditioned medium (CM), 2 × 107 cells per flask of each 
cell type were washed three times and incubated for 24 
hours at 37°C with 15mL serum‐free culture medium. The 
medium  was  harvested,  centrifuged  at  1250g  for  five 
minutes at 4°C and passed through a 0.22μm filter. CM 
was 30× concentrated at 4°C  in Centriprep tubes YM‐10 
(Millipore,  Billerica,  MA).  We  transiently  expressed 
Rab27B‐specific HP guaranteed siRNA’s and a scrambled 
RNAi  negative  control  into  MCF‐7  GFP‐Rab27B  cells 
according to the manufacturer’s guidelines. siRNAs were 
purchased from Qiagen (Venlo, Netherlands): siRab27B‐1 
Target  5’  AAA  CGT  GTG  GTT  TAT  AAT  GCA  3’  and 
siRab27B‐2  Target  5’  TAG  GAA  TAG  ACT  TTC  GGG 
AAA 3’. Cell morphology and intracellular GFP‐Rab27B 
vesicle  distribution  were  studied  using  phase  contrast 
and laser scanning confocal microscopy (Zeiss 510 META, 
Carl  Zeiss,  Micro‐imaging  Inc.,  Heidelberg,  Germany) 
respectively.  
 
2.2 Bioenergetic profiling 

The XF Extracellular Flux Analyser (Seahorse Bioscience, 
Billerica, MA)  is a 24‐well  instrument  that continuously 
measures  the  uptake  and  excretion  of  metabolic  end 
products.  The  XF  analyser  contains  a  sensor  cartridge, 
embedded with 24 pairs of fluorescent biosensors (O2 and 
pH), which monitor substrate concentration changes by a 
fibre  optic  waveguide.  The  specialized  plates  allow  for 
the  measure  of  oxygen  consumption  over  time.  Cells 
were seeded at a density of  15,000  in XF24 cell culture 
microplates  (Seahorse  Bioscience)  in  a  culture  medium 
and incubated at 37°C in 10% CO2 for 24 hours. The assay 
is initiated by aspirating the culture medium, replacing it 
with 1ml of pre‐warmed  (37°C) assay medium  (DMEM 
without  bicarbonate  but  containing  sodium  pyruvate, 
GlutaMax‐1 and 10mM glucose, pH=7.4) (Invitrogen), to 
wash the cells. After washing, almost all of the media is 
removed  and  an  additional  625μl  of  assay  media  are 
added.  The  plate  is  incubated  at  37°C  in  a  non‐CO2 
incubator for 30 minutes. The calibration plate (Seahorse 
Bioscience)  is prepared one day  in advance. The probes 
on the plate are immersed in calibrate solution (Seahorse 
Bioscience)  for  a  minimum  of  24  hours  prior  to  the 
experiment and placed at 37°C  in a non‐CO2  incubator. 
On the day of the experiment, the treatments are placed 

2 Exosomes microvesicles, Vol. 1, 3:2013 www.intechopen.com



 

in the ports of the calibration plate. The three treatments, 
all from Sigma‐Aldrich, used in this experiment are FCCP 
(200nM),  oligomycin  (1μM)  and  rotenone  (1  μM).  Two 
rows of the plate were injected with all three drugs, while 
the remaining two rows were injected with assay media 
only to serve as control wells. The three treatments and 
media were loaded into the appropriate ports in a volume 
of 75μl. Three measurements were taken as  initial basal 
measurements  followed  by  three  measurements  after 
each injection. The wells are mixed for two minutes, there 
is  a  three  minute  wait  time  and  then  the  wells  are 
measured  over  a  two  minute  time  frame.  Oxygen 
consumption rates (OCR) are reported in pmol/min over 
the time course of the experiment. 
 
2.3 Measurement of extracellular medium pH (pHe) 

The  measurement  of  pHe  is  initiated  by  aspirating  the 
culture  medium  of  exponential  growing  cells  and 
washing  with  a  pre‐warmed  (37°C)  assay  medium 
(DMEM  without  bicarbonate  but  containing  sodium 
pyruvate,  GlutaMax‐1  and  10mM  glucose,  pH=7.4) 
(Invitrogen).  After  washing,  additional  assay  media  is 
added and the cultures are  incubated at 37°C  in a non‐
CO2  incubator.  24  hours  later  the  medium  is  analysed 
using a calibrated pH meter. 
 
2.4 Western blot analysis 

For western blot analysis, MCF‐7 cells (1–10 × 106) were 
harvested in Laemmli lysis buffer (0.125 M Tris–HCl [pH 
6.8], 10% glycerol, 2.3% sodium dodecyl sulphate [SDS]). 
Cell  lysates  (25μg)  and  CM  (20μL)  were  suspended  in 
10μL reducing sample buffer (1 M Tris–HCl [pH 6.8], 30% 
glycerol,  6%  SDS,  3%  β‐mercaptoethanol,  0.005% 
bromophenol blue) and boiled for five minutes at 95°C. 
Samples were run on NuPage4%–20% Bis–Tris gradient 
gels  (Invitrogen),  transferred  to  polyvinylidene  fluoride 
membranes,  blocked  in  5%  non‐fat  milk  in  phosphate‐
buffered  saline  (PBS)  with  0.5%  Tween‐20  and  stained 
using  rabbit  polyclonal  anti‐cathepsin  B  (Santa  Cruz 
Biotechnology, Santa Cruz, CA), mouse monoclonal anti‐
PARP (BD Pharmigen, Belgium) and mouse monoclonal 
anti‐tubulin (Sigma–Aldrich, St Louis, MO) antibodies. 

3. Results 

3.1 Rab27B attenuates OXPHOS capacity 

To  investigate  the  impact  of  Rab27B  on  energy 
metabolism  pathways  we  tested  pharmacologic 
modulators  interfering  with  the  mitochondrial 
respiratory  pathway  in  the  Seahorse  XF24  Extracellular 
Flux Analyser [13]. We engineered MCF‐7 breast cancer 
cells  stably  overexpressing  Rab27B  similarly  to  levels 
found  in  invasive breast tumours [12]. Treatments were  
 

performed with the uncoupler FCCP (carbonyl cyanide p‐
(trifluoromethoxy)  phenylhydrazone)  (30,  40  and  50 
minutes), the complex V inhibitor oligomycin (60, 70 and 
80 minutes) and the complex I inhibitor rotenone (90 and 
100  minutes).  After  each  drug  treatment,  we  observed 
that  the  oxygen  consumption  rate  (OCR)  was 
significantly  lower  in  GFP‐Rab27B  transfected  MCF‐7 
cells  compared  to  MCF‐7  GFP  cells,  suggesting  that 
Rab27B  decreased  OXPHOS  activity  and  increased 
dependency  on  aerobic  glycolysis  (Figure  1).  This  is 
consistent  with  our  previous  finding  that  Rab27B 
stimulates invasive tumour growth in a xenograft mouse 
model, a high‐energy dependent process [12]. 
 

 
Figure 1. Reduction of oxidative phosphorylation by Rab27B in 
human  breast  cancer  cells  MCF‐7.  Real‐time  analysis  of  the 
oxygen  consumption  rate  (OCR)  by  XF  Extracellular  flux 
Analyzer  in  MCF‐7  GFP  and  GFP‐Rab27B  transfected  cells. 
Timepoints  (minutes)  one,  10  and  20  represent  baseline 
measurements  before  drug  treatment;  30,  40  and  50:  OCR 
measurements  after  carbonyl  cyanide  p‐(trifluoromethoxy) 
phenylhydrazone  (FCCP)  treatment;  60,  70  and  80:  OCR  after 
oligomycin addition; 90 and 100: measurements after rotenone 
treatment.  OCR  measurements  are  the  mean  of  three 
independent experiments. 
 

3.2 Rab27B promotes acidic extracellular medium pHe 

In  exponentially  growing  cell  cultures,  Rab27B  reduced 
the  extracellular  medium  pHe  of  MCF‐7  cells  by  0.64 
units  after  24  hours,  from  7.40  to  6.76  (Figure  2A).  In 
contrast,  pHe  of  control  vector  transfected  MCF‐7  cells 
was  7.14.  Importantly,  Rab27A  overexpression  had  no 
significant  effect  on  pHe.  In  addition,  MCF‐7  cells 
overexpressing  Rab27B  defective  in  GTP‐binding  (i.e., 
inactive Rab27B protein, N133I) or membrane anchoring 
(i.e.,  no  geranylgeranylation  of  the  protein,  GER)  were 
both ineffective in regulating pHe. Transient targeting by 
a single siRNA depleted Rab27B protein by 70‐80% and 
resulted in loss of extracellular acidification (Figure 2B). 
Similar  observations  were  made  when  pHe  was 
measured in another model, the T47D breast cancer cells 
overexpressing Rab27B (data not shown). 

3An Hendrix, Carla Ciccone, Christian Gespach, Marc Bracke, Olivier De Wever and Wendy Westbroek: Rab27B-Mediated 
Metabolic Reprogramming Induces Secretome Acidification and Chemoresistance in Breast Cancer Cells

www.intechopen.com



 

 
 

Figure  2.  Role  of  Rab27B  in  the  extracellular  acidification 
process. (A) pHe measurement of the culture medium prepared 
from  MCF‐7  cells  stably  transfected  with  GFP‐Rab27B  (WT), 
GFP‐Rab27B  mutants  defective  in  GTP‐binding  (N133I)  or 
vesicle  membrane  anchoring  (GER)  N133I  and  GER  or  GFP‐
Rab27A  (WT) were compared with pHe values  recorded  from 
MCF‐7 GFP cells. Cells were cultured  for 24 hours during  the 
exponential growth after assay medium refreshment. (B) Control 
MCF‐7 GFP‐Rab27B cells  (CON) and MCF‐7 GFP‐Rab27B cells  
transfected  with  scrambled  siRNA  (siCON)  or  Rab27B  siRNA, 
were  cultured  under  exponential  growth  conditions.  After  72 
hours,  the  culture  medium  was  refreshed  and  pHe  was 
measured  24  hours  later.  Inset:  Silencing  of  Rab27B  after  96 
hours of Rab27B siRNA or siCON transfection  in MCF‐7 GFP‐
Rab27B  cells  assessed  by  western  blot.  All  pHe  data  are 
expressed as the mean ± s.e.m. of three independent experiments 
performed  in  triplicate. P‐values are calculated using  the  two‐
sided Student’s  t‐test  following D’Agostino‐Pearson  testing  for 
normal  distribution.  Statistically  significant  P‐values  are 
indicated. 
 
3.3 Functional consequences of Rab27B‐induced acidification 

MCF‐7 cells secrete cathepsin B, a cysteine protease that 
is  activated  by  acidic  pHe.  We  therefore  analysed 
cathepsin B activation in the conditioned media of MCF‐
7  GFP  and  GFP‐Rab27B  cells.  Western  blot  analysis 
showed  that  the  cathepsin  B  protein  is  exclusively 
activated  in  the  extracellular  milieu  of  MCF‐7  GFP‐
Rab27B cells  (Figure 3A). However, cathepsin B  is not 
trafficked  by  secretory  Rab27B  vesicles:  1)  mass 
spectrometry analysis of the Rab27B vesicle content did 
not  reveal  cathepsin  B  protein  [12]  and  2)  confocal 
microscopy revealed that cathepsin B did not co‐localize  
 

with  Rab27B‐positive  vesicles  (data  not  shown).  In 
addition,  overexpression  of  Rab27B  in  MCF‐7  cells 
decreased  3.3‐fold  the  potency  of  the  cytotoxic  agent 
doxorubicin (DOX) (IC50= 1.56 μM), compared to MCF‐
7  GFP  cells  (IC50=0.47 μM,  P<0.001).  This  was  further 
evidenced  by  absence  of  the  85kDa  cleaved  active 
poly(ADP‐ribose)polymerase‐1  (PARP)  fragment 
involved in cell death pathways (Figure 3B). 
 

 
Figure 3. Impact of Rab27B‐mediated extracellular acidification 
on cathepsin B activation and PARP cleavage. (A) Western blot 
analysis of cathepsin B in the conditioned culture media of MCF‐
7  GFP  and  MCF‐7  GFP‐Rab27B  cells.  Pro‐cathepsin  B  has  a 
molecular  weight  of  40kDa,  while  maturated  cathepsin  B  is 
characterized by protein bands at 25 and 30kDa. (B) Expression 
and  cleavage  of  the  apoptosis‐related  protein  PARP  (85kDa) 
analyzed  by  western  blot  after  a  doxorubucin  treatment  
(0.63 μM)  for  24  hours.  Tubulin  (55kDa)  was  used  as  loading 
control. 
 
3.4 Rab27B induced acidic pHe promotes filopodia formation 

Next,  we  analysed  the  impact  of  induced and  reversed 
acidification  on  the  morphology  of  MCF‐7  cells  under 
control and Rab27B conditions. pHe was experimentally 
adjusted to physiological and acidic pHe (respectively 7.2 
and 6.5) for 24 hours in MCF‐7 GFP and GFP‐Rab27B cell 
cultures.  In  this  pHe  range,  we  observed  that 
experimental acidification of the culture medium of MCF‐
7  GFP  cells  for  24  hours  did  not  induce  any 
morphological  changes  (Figure  4A).  In  contrast,  MCF‐7 
GFP‐Rab27B cells displayed more filopodia extrusions at 
acidic  pHe  as  compared  to  cells  maintained  at 
physiological  pHe  (Figure  4A).  These  filopodia  often 
contained  Rab27B‐positive  vesicles  at  their  distal  ends 
(Figure  4C).  This  was  not  the  case  in  MCF‐7  GFP  cells 
cultured  at  these  two  experimentally  adjusted  pHe 
conditions.  In  a  next  step  we  compared  the 
morphological  impact  of  acidified  culture  medium 
induced by Rab27B‐dependent mechanisms (Figure 4B) 
with experimental and direct acidification of the culture 
medium  prepared  from  MCF‐7  GFP  cells  (Figure  4A, 
lower left panel). Only transfer of culture medium from 
MCF‐7  GFP‐Rab27B  cells  induced  the  formation  of 
filopodia  protrusions  in  MCF‐7  GFP  acceptor  cells 
(Figure 4B).  
 

 

4 Exosomes microvesicles, Vol. 1, 3:2013 www.intechopen.com



 

 
Figure 4. Influence of manipulating directly extracellular pHe at 
physiological  and  acidic  values  (pHe  7.2  versus  6.5)  on  the 
morphology  by  phase‐contrast  microscopy  of  control  and 
Rab27B‐transfected MCF‐7 cells. (A) MCF‐7 GFP (left) and GFP‐
Rab27B cells (right) were cultured at pHe 7.2 (upper panels) or 
pHe 6.5 (lower panels). Filopodia formation was induced only in 
Rab27B‐transfected  cells  maintained  at  acidic  pHe.  Scale  bar: 
100μm.  (B)  Control  MCF‐7  GFP  cells  treated  with  the 
conditioned  media  prepared  from  MCF‐7  GFP‐Rab27B  cell 
cultures  maintained  at  acidic  pHe  induced  the  production 
filopodia extensions. Scale bar: 100μm. (C) Representative laser 
scanning  confocal  image  of  GFP‐Rab27B  positive  vesicle 
distribution.  Arrowheads  indicate  GFP‐Rab27B  vesicle 
accumulation in filopodia protrusions. Scale bar: 20μm. 

4. Discussion 

Our  data  suggest  that  Rab27B  up‐regulation  in  ER‐
positive  breast  cancer  cells  induces  a  switch  from 
oxidative phosphorylation towards aerobic glycolysis, to 
sustain the energy demands required for invasive tumour 
growth,  which  is  accompanied  by  acidification  of  the 
tumour  environment.  This  metabolic  reprogramming  is 
Rab27B‐specific  and  exclusively  requires  GTP‐binding 
and geranylgeranyl‐dependent membrane targeting. 
 
The metabolism of cancer cells is reprogrammed to meet 
the  challenges  of  macromolecular  synthesis  associated 
with  cell  growth  and  proliferation  [2].  This  altered 
metabolism  can  be  related  to  growth  factor  signalling 
since  activated  PI3K/Akt  signalling  downstream  of 
receptor  tyrosine  kinase  activation  leads  to  enhanced 
glucose uptake and glycolysis [14, 15]. How can altered 
expression  of  the  small  GTPase  Rab27B  contribute  to  a 
metabolic  shift?  Rab27B  transports  MVEs  towards  the 
plasma  membrane  and  fusion  results  in  the  release  of 

exosomes [11]. We previously demonstrated that Rab27B‐
associated vesicles release HSP90, recently identified as 
an exosome surface protein, in the tumour environment 
[12,  16].  Extracellular  HSP90  activates  a  cassette  of 
proteins that function collectively in invasive growth [8]. 
Extracellular  HSP90  interacts  with  the  extracellular 
domain  of  HER‐2  tyrosine  kinase  receptor  in  breast 
cancer  cells,  which  is  necessary  for  receptor  activation 
and  heterodimerization  with  ligand‐activated  HER‐3. 
This  will  in  turn  mediate signal  transduction  pathways 
via  MAPK  and  PI3K‐Akt,  known  to  play  key  roles  in 
cellular  proliferation,  differentiation,  migration  and 
metabolic reprogramming [14, 17]. Thus, Rab27B‐induced 
HSP90  release  can  contribute  to  metabolic 
reprogramming  required  to  sustain  invasive  growth. 
Other  members  of  the  Ras  superfamily,  such  as  Rho 
GTPases,  have  been  linked  to  cellular  metabolism 
through glutaminase activity and glutamine dependence. 
siRNA  knockdown  or  pharmacological  inhibition  of 
glutaminase inhibits Rho GTPase induced transformation 
and proliferation [18]. Rab25, a small GTPase involved in 
endosomal recycling, which  is genomically amplified  in 
multiple  cancers,  is  a  key  regulator  of  cellular 
bioenergetics. RAB25 induced an Akt‐dependent increase 
in  glucose  uptake  and  glycogen  storage  which  allows 
maintenance of ATP levels during bioenergetic stress [19]. 
 
In  addition  to  acidic  pHe,  a  side  effect  of  aerobic 
glycolysis,  we  have  shown  here  that  the  secretome  of 
MCF‐7 GFP‐Rab27B cells is required to induce filopodia 
formation.  This  suggests  that  the  Rab27B  secretome 
contains putative positive regulators of the small GTPase 
Rho  involved  in  filopodia  formation  [20].  These  results 
also  indicate  a  paracrine  diffusion  of  the  filopodia 
phenotype from Rab27B transfected breast cancer cells to 
the control cells, potentially by the means of exosomes. It 
has  been  demonstrated  that  addition  of  exosomes 
containing notch  ligand Delta‐like  four confer a  tip cell 
phenotype on endothelial cells characterized by filopdia 
formation  [21].  The  relocalization  of  Rab27B‐associated 
vesicles  to  the  filopodia  protrusions  may  facilitate 
exocytosis  at  sites  of  active  migration  and  matrix 
remodelling.  Similar  observations  were  published  by 
Glunde  et  al.  demonstrating  that  secretory  lysosome 
distribution in breast cancer cells alters at acidic pHe [22]. 
Human  melanoma  cells  exhibit  more  lamellipodia  and 
stronger adhesion at lower pHe, and displayed enhanced 
invasion  and  increased  secretion  of  proteases  and 
proangiogenic  factors  in  response  to  extracellular 
acidification.  Also,  in  human  breast  cancer  cells,  the 
number  and  length  of  filopodia  has  been  shown  to 
increase  at  acidic  pHe  [22].  In  conclusion,  our  data 
demonstrate a Rab27B‐dependent switch from oxidative 
phosphorylation  towards  aerobic  glycolysis  in  ER‐
positive breast cancer cells to sustain invasive growth in 
acidified environments. 

5An Hendrix, Carla Ciccone, Christian Gespach, Marc Bracke, Olivier De Wever and Wendy Westbroek: Rab27B-Mediated 
Metabolic Reprogramming Induces Secretome Acidification and Chemoresistance in Breast Cancer Cells

www.intechopen.com



 

5. Conflict of interest 
 
The authors declare no conflict of interest. 
 
6. Acknowledgements 
 
This  work  was  in  part  supported  by  the  Intramural 
Research  Program  of  the  National  Human  Genome 
Research  Institute  (NIH,  Bethesda,  Maryland),  INSERM 
Research  Center  U938  and  Paris  VI  University  UPMC, 
Spearhead  Oncology  of  Ghent  University  Hospital,    a 
postdoctoral  grant  (ODW  and  AH)  from  Fund  for 
Scientific  Research‐Flanders  and  Special  Research  Fund 
Ghent University. 
 
7. References 
 
[1] Vander  Heiden  MG,  Cantley  LC,  Thompson  CB: 

Understanding  the  Warburg  effect:  the  metabolic 
requirements  of  cell  proliferation.  Science  2009, 
324(5930):1029‐1033. 

[2] Ward PS, Thompson CB: Metabolic reprogramming: a 
cancer  hallmark  even  warburg  did  not  anticipate. 
Cancer Cell 2012, 21(3):297‐308. 

[3] Gatenby  RA,  Gillies  RJ:  Why  do  cancers  have  high 
aerobic  glycolysis?  Nat  Rev  Cancer  2004,  4(11):891‐
899. 

[4] Fais S, De Milito A, You H, Qin W: Targeting vacuolar 
H+‐ATPases as a new strategy against cancer. Cancer 
Res 2007, 67(22):10627‐10630. 

[5] van Sluis R, Bhujwalla ZM, Raghunand N, Ballesteros 
P, Alvarez J, Cerdan S, Galons JP, Gillies RJ: In vivo 
imaging  of  extracellular  pH  using  1H  MRSI. Magn 
Reson Med 1999, 41(4):743‐750. 

[6] Chapman HA, Riese RJ, Shi GP: Emerging roles  for 
cysteine  proteases  in  human  biology.  Annu  Rev 
Physiol 1997, 59:63‐88. 

[7] Parolini I, Federici C, Raggi C, Lugini L, Palleschi S, 
De Milito A, Coscia C, Iessi E, Logozzi M, Molinari A 
et  al.:  Microenvironmental  pH  is  a  key  factor  for 
exosome  traffic  in  tumor  cells.  J  Biol  Chem  2009, 
284(49):34211‐34222. 

[8] Hendrix A, Westbroek W, Bracke M, De Wever O: An 
ex(o)citing  machinery  for  invasive  tumor  growth. 
Cancer Res 2010, 70(23):9533‐9537. 

[9] Alabaster O, Woods T, Ortiz‐Sanchez V, Jahangeer S: 
Influence of microenvironmental pH on adriamycin 
resistance. Cancer Res 1989, 49:5638‐5643. 

[10] Hendrix  A,  Hume  AN:  Exosome  signaling  in 
mammary gland development and cancer. Int J Dev 
Biol 2011, 55(7‐9):879‐887. 

[11] Ostrowski  M,  Carmo  NB,  Krumeich  S,  Fanget  I, 
Raposo  G,  Savina  A,  Moita  CF,  Schauer  K,  Hume 
AN,  Freitas  RP,  et  al.:  Rab27a  and  Rab27b  control 
different steps of the exosome secretion pathway. Nat 
Cell Biol 2010, 12(1):19‐30. 
 

[12] Hendrix A, Maynard D, Pauwels P, Braems G, Denys 
H,  Van  den  Broecke  R,  Lambert  J,  Van  Belle  S, 
Cocquyt V, Gespach C et al.: Effect of the secretory 
small  GTPase  Rab27B  on  breast  cancer  growth, 
invasion  and  metastasis.  J  Natl  Cancer  Inst  2010, 
102(12):866‐880. 

[13] Wu M, Neilson A, Swift AL, Moran R, Tamagnine J, 
Parslow D, Armistead S, Lemire K, Orrell J, Teich J et 
al.: Multiparameter metabolic analysis reveals a close 
link  between  attenuated  mitochondrial  bioenergetic 
function  and  enhanced  glycolysis  dependency  in 
human  tumor  cells. Am  J  Physiol  Cell  Physiol  2007, 
292(1):125‐136. 

[14] Buzzai  M,  Bauer  DE,  Jones  RG,  Deberardinis  RJ, 
Hatzivassiliou  G,  Elstrom  RL,  Thompson  CB:  The 
glucose dependence of Akt‐transformed cells can be 
reversed  by  pharmacologic  activation  of  fatty  acid 
beta‐oxidation. Oncogene 2005, 24(26):4165‐4173. 

[15] Elstrom  RL,  Bauer  DE,  Buzzai  M,  Karnauskas  R, 
Harris MH, Plas DR, Zhuang H, Cinalli RM, Alavi A, 
Rudin CM et al.: Akt stimulates aerobic glycolysis in 
cancer cells. Cancer Res 2004, 64(11):3892‐3899. 

[16] Epple  LM,  Griffiths  SG,  Dechkovskaia  AM,  Dusto 
NL,  White  J,  Ouellette  RJ,  Anchordoquy  TJ,  Bemis 
LT,  Graner  MW:  Medulloblastoma  exosome 
proteomics  yield  functional  roles  for  extracellular 
vesicles. PLoS One. 2012, 7(7):e42064. 

[17] Sidera  K,  Gaitanou  M,  Stellas  D,  Matsas  R, 
Patsavoudi E: A critical role for HSP90 in cancer cell 
invasion  involves  interaction  with  the  extracellular 
domain of HER‐2. J Biol Chem 2008, 283(4):2031‐2041. 

[18] Wang JB, Erickson JW, Fuji R, Ramachandran S, Gao 
P, Dinavahi R, Wilson KF, Ambrosio AL, Dias SM, 
Dang CV et al.: Targeting mitochondrial glutaminase 
activity  inhibits  oncogenic  transformation.  Cancer 
Cell, 18(3):207‐219. 

[19] Cheng  KW,  Agarwal  R,  Mitra  S,  Lee  JS,  Carey  M, 
Gray JW, Mills GB: Rab25 increases cellular ATP and 
glycogen  stores  protecting  cancer  cells  from 
bioenergetic stress. EMBO Mol Med, 4(2):125‐141. 

[20] Hall  A:  Rho  GTPases  and  the  actin  cytoskeleton. 
Science 1998, 279(5350):509‐514. 

[21] Sheldon  H,  Heikamp  E,  Turley  H,  Dragovic  R, 
Thomas P, Oon CE, Leek R, Edelmann M, Kessler B, 
Sainson  RC,  et  al.  New  mechanism  for  Notch 
signaling to endothelium at a distance by Delta‐like 4 
incorporation  into  exosomes.  Blood  2010, 
116(13):2385‐94. 

[22] Glunde K, Guggino SE, Solaiyappan M, Pathak AP, 
Ichikawa Y, Bhujwalla ZM: Extracellular acidification 
alters  lysosomal  trafficking  in human breast cancer 
cells. Neoplasia 2003, 5(6):533‐545. 

 
 
 

6 Exosomes microvesicles, Vol. 1, 3:2013 www.intechopen.com